生命科學中的技術往往會朝著兩個方向發展，其一就是增加細胞特征分析數量，用以同時分析細胞的不同特點，其二就是增加分析的分辨率，從而提高觀測水平。近幾十年里，流式細胞技術的發展滿足了這兩個要求，分析單個細胞的多種特征，幫助科學家們了解復雜或多級細胞系統中的分子機理。

 近期研究人員將流式細胞技術與質譜分析技術結合在一起，發展出了質譜流式細胞技術（mass cytometry），這種融合技術能在單細胞水平上同時分析超過40種細胞參數，極大的增加了流式細胞分析評估復雜細胞系統和過程的能力。Cell雜志發表題為“Mass Cytometry: Single Cells, Many Features”綜述，介紹了質譜流式細胞技術目前的現狀，相關的儀器，主要涉及的應用范圍，以及數據分析方法，和未來的發展前景。

 單細胞分析

 在每年Nature Methods盤點的年度技術中，總是會出現單細胞或者單分子之類的技術，這是因為培養基或者機體中的細胞存在多樣性，或者說是異質性，這為許多實驗分析造成了障礙。可以說，隨著現代生物學的發展，“平均值”這個詞已經不能滿足我們的需要了，我們要了解細胞之間的差異性，單細胞研究應運而生。

 但是要進行單細胞分析困難重重，從技術上說也存在幾個方面的問題。首先無論是針對一個特異性大分子，還是在OMIC水平上進行分子分析，都存在單細胞提取物數量少，難以分析的困難，這甚至可以說是不可能完成的，因此增加靈敏度勢在必行。

 質譜流式細胞技術

Mass Cytometry簡單來說，就是利用質譜原理對單細胞進行多參數檢測的流式技術。它繼承了傳統流式細胞儀的高速分析的特點，又具有質譜檢測的高分辨能力，是流式細胞技術一個新的發展方向。

 來自多倫多大學和斯坦福大學的研究人員曾發表題為“Single-Cell Mass Cytometry of Differential Immune and Drug Responses Across a Human Hematopoietic Continuum”的文章，用同位素標記抗體，結合質譜分析的方法實現了同時對細胞表面多達一百種標記物的檢測。

 通常采用的熒光抗體標記細胞表面蛋白結合流式細胞術檢測的方法，雖然能實現細胞分選，但只能夠同時識別6-10種不同顏色的熒光，且還需盡量避免發生熒光重疊。而這項研究通過這個可以稱為大量細胞計數法的方法，觀察了人類骨髓產生的不同形態細胞中及表面的34種物質，不但能正確歸類10多種不同類型的免疫細胞，還能觀察到各類免疫細胞的內部變化，從而預知可能發生的變化。這將有助于更快更廣泛的測量處方藥對人體細胞的反應及功效，提前發現細胞病變，研發出針對個人的治療藥物。

基本原理

質譜流式細胞技術的核心當然就是兩種實驗平臺的融合了：流式細胞技術與質譜技術。目前質譜流式細胞技術采用的儀器是CyTOF（Cytometry by Time-Of-Flight），其原理簡單來說是利用質譜原理對單細胞進行多參數檢測的流式技術，既繼承了傳統流式細胞儀的高速分析的特點，又具有質譜檢測的高分辨能力。 

傳統流式細胞技術和質譜流式細胞技術相比，主要有兩點不同：*、標簽系統的不同，前者主要使用各種熒光基團作為抗體的標簽，后者則使用各種金屬元素作為標簽；第二、檢測系統的不同，前者使用激光器和光電倍增管作為檢測手段，而后者使用ICP質譜技術作為檢測手段。

此后的CyTOF2也有改進，比如ICP質譜裝置具有非常寬的原子量檢測范圍（88～210Da），因此可以同時檢測上百個不同的參數；采用新概念的金屬標簽抗體，金屬離子通過多聚螯和物共價的結合在抗體的不變區。由于細胞本身不含這些作為標簽的金屬元素，所以沒有傳統流式的“自發熒光”，信號背景極低。（質譜流式技術——蛋白水平的單細胞技術）

在質譜流式細胞實驗進行過程中，首先要將目標細胞放在親和試劑混合物(zui常見的是抗體)中溫育，這些親和試劑之前是通過螯合基團聚合物鏈共軛連接上純化過的穩定重金屬同位素。這些探針綁在細胞中靶標上，可以作為靶標表達水平的報告因子，然后細胞進入單細胞懸浮培養霧化，也就是讓細胞進入液滴，從而導入到質譜流式細胞儀中。

進入到質譜流式細胞儀中后，細胞會穿過一個氬等離子體，在那里，共價鍵會斷裂，產生自由原子，并完成充電過程。這樣得到的離子再穿過一個四極桿，去除常見的生物元素，富集重金屬報告離子，在飛行時間質譜儀中根據質荷比進行分離。離子計數再轉換為電信號，zui終變成一組數據，用于之后的分析。

局限性

雖然通過質譜流式細胞技術可以同時分析許多的細胞過程，但這種技術平臺也存在一些局限性，在設計實驗的時候要考慮到。

由于細胞需要霧化和電離，因此分析后是無法恢復其細胞活性的，而且由于質譜儀中離子飛行動力學，質譜流式細胞儀的通量要低于熒光分析儀器，同時質譜報告因子的敏感度也會下降，量子熒光團（如phycoerythrin）越多，就越難以檢測低水平表達的分子特征。

推薦論文

Single-cell mass cytometry of differential immune and drug responses across a human hematopoietic continuum

2012年，多倫多大學和斯坦福大學采用同位素標記抗體，結合質譜分析的方法實現了同時對細胞表面多達一百種標記物的檢測。

通常采用的熒光抗體標記細胞表面蛋白結合流式細胞術檢測的方法，雖然能實現細胞分選，但只能夠同時識別6-10種不同顏色的熒光，且還需盡量避免發生熒光重疊。

 而這項研究通過這大量細胞計數法的方法，觀察了人類骨髓產生的不同形態細胞中及表面的34種物質，不但能正確歸類10多種不同類型的免疫細胞，還能觀察到各類免疫細胞的內部變化，從而預知可能發生的變化。研究人員利用這一可以追蹤單細胞多達45種(潛在性的100種或者更多)的技術觀察了人類骨髓產生的不同形態細胞中及表面的34種物質。而且更為重要的是，研究人員不但能正確歸類10多種不同類型的免疫細胞，還能觀察到各類免疫細胞的內部變化，從而預知可能發生的變化。

Droplet barcoding for single-cell transcriptomics applied to embryonic stem cells

哈佛醫學院Marc Kirschner等人開發了兩種方法，能利用微珠將大量不同的DNA條形碼同時傳送到幾十萬納米大小的液滴中。這些方法都利用了微流體裝置來將細胞和微珠一起裝入這些液滴中。這些液滴是在一個小型裝配線上生成，沿著一根頭發寬的槽道流動。

這兩種技術分別為Drop-seq和inDrops。通過Drop-seq或inDrops運行一個批次的細胞，科學家們就可以看到整個樣本中表達了哪些基因——并可以按每個細胞進行排序。

目前如果要生成96個單細胞表達譜，成本為一天數千美元。相比之下，Drop-seq每天只需6.5美分就可生成1萬個單細胞表達譜。兩篇Cell文章：廉價的單細胞基因表達分析新技術 

Highly multiplexed imaging of tumor tissues with subcellular resolution by mass cytometry

來自蘇黎世大學與蘇黎世聯邦理工學院的研究人員開發出了一種新方法成功綜合分析和顯影了來自患者樣本的腫瘤細胞。 

這項技術以醫院常規使用的一些方法為基礎，采用一些抗體標記非常薄的組織切片上的生物標記，抗體偶聯上純金屬同位素，這樣就無需染料采用純金屬同位素來顯影生物標記物，避免了生物樣本分析中顏色數量有限這一問題。而且這種方法有可能確定哪些細胞受到了什么影響及其影響的程度。通過這種方法可以找到控制系統的弱點，這有助于開發一些新的治療方法。

A Continuous Molecular Roadmap to iPSC Reprogramming through Progression Analysis of Single-Cell Mass Cytometry

來自美國斯坦福大學醫學院的研究人員，借助于質譜流式細胞技術進行分析，對細胞重編程的動態變化過程有了更全面的認識。作者指出，這樣得到的結果與傳統的熒光流式細胞術基本相同，但可讓我們每秒鐘在大約500個細胞中同時測量40多種不同的參數。使用質譜流式細胞技術，該研究小組在重編程的*個3到4周，分析了三個不同的重編程細胞系。對質譜流式細胞技術數據集進行的時間分辨、高維進展分析，可促進連續的重編程分子圖譜的構建。本研究所描述的這種方法和數據集，為重編程優化和其他細胞重編程機制研究、以及隨時間動態變化的復雜細胞群研究，提供了寶貴的資源。（子科生物報道）